【春节不打烊】AAV体内感染经验分享
牛年大吉
腺相关病毒（adeno-associated virus, AAV）是微小病毒科（Parvoviridae）家族的成员之一，是一类无法自主复制、无被膜的二十面体微小病毒，其直径约20-26nm，含有4.7kb左右的线状单链DNA作为基因组。研究中采用的重组腺相关病毒载体（Recombination adeno-associated virus, rAAV）是在非致病的野生型AAV基础上改造而成的基因载体，由于其种类多样、免疫原性极低、安全性高、宿主细胞范围广（对分裂细胞和非分裂细胞均具有感染能力）、扩散能力强、体内表达基因时间长等，rAAV被视为最有前途的基因研究和基因治疗载体之一。
下面就AAV血清型选择、病毒注射技术及用量等方面来分享，请跟随我们的脚步走起
。
新
年
快
乐
一.AAV血清型选择
AAV2是最早被克隆的病毒，也是迄今研究最为彻底、应用最为广泛的病毒载体。现在研究中常用的rAAV就是利用AAV2型基因组与不同的衣壳蛋白结合产生的混合体病毒载体，一般标记为rAAV2/N (N为不同的衣壳血清型)。重组的病毒具有AAV2型的稳定表达和基因整合能力，同时获得了不同血清型的组织感染嗜亲性，表现出一定的器官靶向特异性。
在动物研究过程中，如果无法确定血清型的选择，可以尝试和元生物的Pandora’s Virus （rAAV试用装）进行预实验，通过比较不同血清型对目标组织的感染效果，摸索最佳实验条件（注射方法、注射位点、病毒用量等），解决病毒载体选择的烦恼，得到更理想的实验结果。
二.病毒注射技术及注射量
动物疾病模型是具有人类疾病模拟性表现的实验对象和材料，它是探索人类疾病本质及新药有效性评价的一个重要方法和手段。
在我们进行动物疾病模型构建的基础研究过程中，往往需要借助注射技术，将药物、病毒载体、荧光染料等注射到动物体内，以构建动物模型，亦或是研究其作用机制及代谢途径等，来观察疾病发生发展规律，研究防治措施。
下面就与大家分享几种常用的动物注射技术。
尾静脉注射技术
尾静脉注射因其操作技术简单，是最常见的一种动物注射技术手段之一。通过尾静脉注射，将一定滴度和体积的rAAV病毒载体注射到动物体内，目的基因将得以表达。
操作步骤
1.使用小鼠固定器，酒精棉擦拭小鼠尾部，尾静脉肉眼清晰可见。
2.距尾尖1/3处小于30度角度进针后见回血，立即注射。
3.如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
4.注射完毕后，用干棉球按压伤口3-5min。
注意事项
1.进针深度为针头2/3。
2.注射时如遇阻力，出现白色皮丘，需要在上方1cm处再次注射。
3.平缓注射，不可注射含有空气的液体。
4.循环途径：直接进入血液循环。
5.参考给药量：0.005-0.01ml/g（小鼠）。
和元和元生物尾静脉注射感染组织脏器实例
局部定点注射技术
脂肪注射操作步骤：
1.用5%的水合氯醛将动物麻醉，去除腹部的腹股沟处毛发，并用75%酒精擦拭消毒。
2.在腹股沟处，用眼科镊将腹股沟处的皮肤轻轻提起，用胰岛素针从提起的皮肤与腹部之间处入针，进针方向为沿着腹部进针。
3.固定注射器位置，轻轻推入。
4.将注射器缓缓抽出。
和元生物—rAAV2/8腹股沟脂肪多点注射感染脂肪实例
肌肉注射操作步骤：
1.抓取小鼠，使其注射部位正对实验人员。
2.将针头垂直迅速刺入外侧肌肉。
3.回抽针栓如无回血，将药物注入。
4.注射完毕后，用干棉球按压伤口3-5min。
注意事项
1.进针深度为针头2/3，肌肉注射的时候倾斜30度角注射。
2.一般选肌肉发达，无大血管通过的部位，多选臀及大腿部位。
3.药物水溶液吸收十分迅速，适用于油溶液和某些刺激性物质。
4.循环途径：直接进入血液循环。
5.参考给药量：50~100ul（小鼠）
和元生物—rAAV2/8后腿肌肉多点注射感染肌肉实例
腹腔注射操作步骤：
1.抓取小鼠，使其腹部朝上头部略向下垂。
2.抓紧背部皮肤使腹部皮肤紧绷，于腹腔下边缘位置（左/右侧）进针。
3.针头沿皮下向前推进2-3cm，针头与皮肤呈45°角刺入腹膜。
4.回抽无回流物，缓慢推入药物
注意事项
1.防止刺伤肠道、膀胱或其它内脏器官。
2.腹腔注射宜用等渗药液，不宜刺激性药液
3.循环途径：肠系膜上静脉→肝门静脉→肝→肝静脉→下腔静脉→进入血液循环
4.参考给药量：0.01-0.02ml/g（小鼠）
和元生物—rAAV2/PAN腹腔注射感染胰腺实例
END