动物疼痛模型的建立方法及注意事项（2）：鼠尾光照测痛实验

尾闪试验( tail-flick test)也叫鼠尾光照测痛实验，是一种用热作刺激的急性伤害性知觉疼痛的实验，即用热刺激动物（鼠类）的尾巴，当其尾部受到伤害性刺激时会产生明显的躲避反应，这是一种脊髓的屈曲反射。该疼痛模型最早由D'Amour和Smith在1941年描述，它可测试轻度麻醉的动物而且不受动物运动协调性的影响，因而比热板试验具有一定的优越性，但是尾闪试验的尾巴温度可能会影响实验结果，容易造成假阳性或假阴性，试验最终的行为反应也较为复杂（如舔其后爪）。Janssen等(1963)根据尾闪试验用温水(49度)替代热光源来刺激动物的尾巴测试其反应时间，更新的实验装置则可用较局限的热点刺激，专门刺激菜一个单一的脚爪，然后测定其反应潜伏期，这比热板试验刺激的4个全部的脚爪或尾闪试验刺激的尾部更为精细。

（一）实验材料

1．实验动物健康成年雄性小鼠(30 - 35g)或大鼠(200 - 250g)，分组饲养。

2．实验药物生理盐水（对照）与镇痛药物（如吗啡，lOmg/kg，皮下注射）。

3．带27((大鼠)或30G（小鼠）针头的1.Oml注射器。

4．带自动计时器或秒表的尾闪试验装置。

5．限制大鼠或小鼠活动的包括毛巾或塑料小筒。

（二）实验步骤

1、从动物房取出实验动物，称重后，让动物在实验室适应30min，将对照组与实验组分开；

2、药物准备对照组（生理盐水等）及给药组（如吗啡等，计算药物浓度，如大鼠按2mg，kg绐

药，小鼠按1Omg/kg给药）；

3、测定动物的基础反应潜伏期( baseline latencies)  用尾闪试验测试仪（即在一小孔的平板下有一个发热光源，将大鼠（尾尖部前50mm左右）或小鼠(尾尖部前约15mm)的尾部放在小孔的上方，启动发热光源开始计时，直到尾巴躲避为止，调整光源的强度，设大多数鼠的尾部躲闪时间在3- 4s，如果没有躲避反射则把试验终止时间设定为1Os，以免烧伤；

4、药物注射将不同的药物包括对照溶液，随机顺序注射到实验动物体内。注意计算好给药时

间与试验测试的时间间隔，试验持续时间，同时给出足够的机动时间（如实验记录，药物更换等），必要时让另外的人注射对照剂或实验药品（盲法试验）；

5、在给药后15，30及60min时，即测试尾闪反应，将动物放到尾闪测试板并把其尾部放到光源

小孔上，即开始计时，观察动物尾部躲避反应的时间，或直到终止(cut-off)时间。注意一次试验只测1个时间点，而不是3个时间点；

6、将动物放到尾闪测试仪上到反应出现时的潜伏期或终止实验时间记录下来，在所有实验动物完成测试后（一般每组至少8个数据），分组将其平均并作统计学评估。

尾闪试验时，也常用到一种称为最大可能效应百分比（percent max．mum possible effect，MPE，%），即：MPE(%)=[（给药后一基础反应），（终止时间一基础反应）] x 100

这里基础反应与给药后均指反应潜伏期，所有动物在测试前，应该先测定一下它的反应潜伏期

（基础反应反应潜伏期）；给药后反应潜伏期是指动物接受药物（包括对照用生理盐水或其他载体）注射（或灌注）后实验中的反应潜伏期；终止时间是指给药后动物不能对热作出反应而终止试验的时间(1Os)。

（三）注意事项

1、如果给药前或对照组动物测不到反应或反应潜伏期很靠近试验终止时间，说明刺激强度太弱（光源温度设定较低），必须加大刺激强度。

2、必须保持所有的实验程痔一致，尽量轻巧抓取动物，让动物有足够的时间适应实验者的气味及实验室环境，否则可造成实验结果的明显波动或不能重复。

3、刺激光源的强弱，即刺激的强度太高或太弱均可使试验结果变化较大，而且高强度的刺激可能掩盖实验药物的效果，因此，用药前的基础测试非常重要。

4、为了减少实验的误差，一般适量限制动物的活动，如用毛巾裹住动物或把它们放入小筒中，这两种方法掌握不当都可造成动物的压抑( stress)行为而影响实验结果。