肠道菌群再次成为热点！！CNS共同聚焦，连发5篇文章！！
10月24日，Nature连发了三篇关于肠道菌群的文章，其中一篇还作为了这一期杂志的封面。10月25日，Cell和Science又分别各发了一篇肠道菌群相关文章。昨天已经解读了Nature的3篇文章，今天再解读一下另外两篇。
1 微生物产生的丙酸咪唑通过mTORC1损害胰岛素信号
瑞典哥德堡大学Fredrik Ba ̈ ckhed等人在《Cell》上发表题目为《Microbially Produced Imidazole Propionate Impairs Insulin Signaling through mTORC1》的文章。该研究表明微生物代谢产物丙酸咪唑（ImP）可能有助于2型糖尿病的发病机制。
文章重点
2型糖尿病（T2D）患者的丙酸咪唑水平增加
丙酸咪唑由T2D相关细菌发酵组氨酸产生
丙酸咪唑损害葡萄糖耐量和胰岛素信号传导
丙酸咪唑通过激活p38g/ p62 / mTORC1抑制IRS
文章摘要
肠道微生物群，饮食和宿主之间的相互作用可能促成代谢疾病的发展。
本研究将丙酸咪唑（ImP）鉴定为微生物产生的组氨酸衍生代谢物。同未患有2型糖尿病的受试者相比，患病受试者存在更高浓度的ImP。同对照组相比，加入2型糖尿病受试者的粪便微生物群的肠模拟器中由组氨酸产生的ImP浓度更高，并且给小鼠注射ImP会损害其葡萄糖耐量。我们进一步表明，ImP通过激活p38γMAPK损害胰岛素受体底物水平的胰岛素信号传导，p38γ MAPK促进p62磷酸化，并随后激活雷帕霉素复合物1（mTORC1）的机制靶标。我们还证明了患有2型糖尿病的受试者肝脏中p62和mTORC1的活化增加。
我们的研究结果表明，微生物代谢产物ImP可能有助于2型糖尿病的发病机制。
文中主要图片说明
图1. 2型糖尿病患者中丙酸咪唑（ImP）的含量增加
（A）GF和CONVR小鼠的门静脉和腔静脉血浆中的ImP和谷氨酸的相对水平（每组n = 6）。（B）肥胖BMI匹配的没有2型糖尿病（无T2D，n = 10）或T2D（n = 5）的受试者的门户和外周血浆ImP水平。
（C）具有正常葡萄糖耐量（NGT），空腹血糖受损（IFG），葡萄糖耐量降低（IGT）和未治疗的T2D病人的ImP或尿酸盐的外周血浆水平。
（D）组氨酸利用途径。
图2. 丙酸咪唑（ImP）由微生物生成
（A）在接种两名未患有2型糖尿病（T2D）和两名患有T2D的受试者的粪便的体外肠道模拟器中（在单独的实验中）加入10mM组氨酸产生ImP的情况。
（B）在分批培养实验中使用未患有T2D（n = 5）或患T2D（n = 5）的肥胖BMI匹配的受试者的粪便培养10mM组氨酸，36h后测量产生ImP的含量。（C）在分批培养实验中使用具有正常葡萄糖耐量（NGT）（n = 3）或未治疗的T2D（n = 3）的受试者的粪便培养10mM组氨酸，36h后测量产生ImP的含量。
（D）使用组氨酸或尿酸盐作为底物预测产生ImP的细菌组成和实验验证。与空白样品相比，ImP产生显示为对数转换的倍数变化。
（E）来自先前发表的宏基因组数据集的具有治疗初始T2D（n = 33）或NGT（n = 43）的受试者中具有“非H” - UrdA的细菌丰度。与具有NGT的受试者相比，具有T2D的受试者中明显更高或更低的细菌菌株分别显示为红色或蓝色条。
图3. 丙酸咪唑（ImP）损害葡萄糖耐量和胰岛素信号
（A-C）腹膜内注射赋形剂(Veh, 1% DMSO in water; n = 4) 或ImP(500 mg; n = 5)，每天两次，持续3天后测量ImP和尿酸盐的血浆水平（A），腹膜内葡萄糖耐量（B），和GF小鼠肝脏中参与葡萄糖和脂肪生成的基因的表达（C）。（D）在腹膜内注射赋形剂（n = 4）或ImP（100mg; n = 4）每天两次，持续3天后测量CONVR小鼠中ImP和尿酸盐的血浆水平。（E）注射赋形剂（n = 6）或ImP（100mg; n = 5）的CONVR小鼠的腹膜内葡萄糖耐量试验。（F）在植入含有安慰剂（n = 5）或ImP（n = 6）的颗粒14天（350mg /天）的CONVR小鼠中的腹膜内葡萄糖耐量试验。
（G-I）通过GF小鼠的（G）肝裂解物，（H）比目鱼肌裂解物和（I）白色脂肪组织（WAT）裂解物的免疫印迹（和定量）显示用赋形剂或ImP处理3天对的胰岛素信号组分的影响。
（J）ImP（100mM，8小时）对原代肝细胞中胰岛素（Ins）刺激的IRS1酪氨酸磷酸化的影响（n = 3）。（K）长期ImP处理（100mM，20小时）对原代肝细胞中IRS蛋白水平的影响（n = 7）。（L）ImP或源自酪氨酸的微生物代谢物苯酚硫酸盐（PS）（均为100mM，20小时）对原代肝细胞（n = 4）中胰岛素（5nM）模拟的Akt活化的影响。（M）蛋白酶体抑制剂MG132对血清饥饿的HEK293细胞（n = 3）中的ImP（100mM）诱导的IRS降低的影响。将细胞与MG132和1mM共同处理8小时。TX，特里顿。
图4. 丙酸咪唑（ImP）激活mTORC1
（A）雷帕霉素（Rap，20nM）抑制ImP（100mM，20小时）对原代肝细胞（n = 3）中的IRS和pS6K1的影响。（B）免疫印迹显示mTORC1依赖性途径参与ImP诱导的胰岛素信号传导损伤。用对照siRNA（Con），Raptor siRNA或S6K1 siRNA转染HEK293细胞，血清饥饿18小时，用ImP预处理（100mM，8小时），然后用5nM胰岛素（n = 4）刺激。
（C）来自CONVR小鼠的肝脏，比目鱼肌和WAT裂解物的免疫印迹显示用赋形剂（Veh）或ImP（每天两次100mg）处理3天增加S6K1的磷酸化（n = 3）。（D）来自GF小鼠的肝脏裂解物的免疫印迹显示用赋形剂或ImP（每天两次500mg）处理3天增加S6K1的磷酸化但不增加mTOR S2481（n = 3）的磷酸化。（E）血清饥饿的HEK293细胞的免疫印迹，其与100mM ImP一起孵育指定的时间（n = 2）。S.E.，短时间曝光，L.E。，长时间曝光。（F）ImP（100mM）对氨基酸剥夺的原代肝细胞（n = 3）中pS6K1的快速作用。
（G）ImP或氨基酸（a.a）对mTORC1相关的mTOR磷酸化的影响。用Flag mTOR和HA Raptor转染的HEK293细胞被剥夺血清和氨基酸，用ImP或a.a刺激2小时并用HA Raptor进行mTORC1免疫沉淀（对于对照n = 3，对于a.a，n = 2）。（H）用ImP（100mM，1小时）孵育并且对mTOR和LAMP2共免疫染色的氨基酸剥夺的HEK293细胞的图像，显示mTOR的溶酶体定位。比例尺，10毫米。
图5. 丙酸咪唑（ImP）诱导mTORC1上游的p62磷酸化
（A）来自CONVR小鼠的肝脏裂解物的免疫印迹显示用赋形剂（Veh）或ImP（每天两次100mg）处理3天增加p62的磷酸化（n = 3）。（B）ImP（100mM），雷帕霉素（Rap，20nM）或Torin1（250nM）对原代肝细胞（n = 3）中p62磷酸化（T269和S272）的影响。（C）p62敲低对ImP诱导的信号传导的影响。用对照siRNA（Con siRNA）或针对p62的非重叠siRNA（p62 siRNA1或siRNA2）转染HEK293细胞，并在不存在氨基酸（αaa）的情况下与ImP（100mM）一起孵育2小时（n = 3）。
（D）ImP，组氨酸，尿酸盐，谷氨酸盐或吲哚丙酸盐（100mM，1小时）对缺失氨基酸的HEK293细胞（n = 2）中p62磷酸化的影响。（E和F）p62磷酸化对ImP诱导的信号传导的影响。用GFP p62野生型（WT）或GFP p62 T269A / S272A突变体转染HEK293细胞，并在不存在（E）或存在（F）氨基酸（n = 3）的情况下与ImP（100mM）一起温育2小时。S.E.，短时间曝光，L.E.，长时间曝光。
图6. p38g负责丙酸咪唑（ImP）的传感
（A）常规p38敲低对ImP诱导的信号传导（n = 3）的影响。用对照siRNA（Con siRNA），p38a siRNA或p38b siRNA转染HEK293细胞，并在不存在氨基酸（αa.a）的情况下与ImP（100mM）一起温育1小时。（B）替代p38敲低对ImP诱导的信号传导的影响（n = 3）。用对照siRNA（Con siRNA），p38d siRNA2或p38γ siRNA1转染HEK293细胞，并在不存在氨基酸的情况下与ImP（100mM）一起温育1小时。
（C）p38g消耗对血清饥饿的HEK293细胞中ImP诱导的IRS减少的影响（n = 6）。
（D）体外激酶测定（n = 3）。将p38g和p62预孵育，并在不存在或存在ImP的情况下通过添加ATP开始激酶反应。
图7. 丙酸咪唑（ImP）与人肝脏中的p62和S6K1磷酸化相关
（A）免疫印迹显示来自肥胖BMI匹配的患T2D（T2D，n = 5）或未患T2D（无T2D，n = 7）的受试者的肝脏活组织检查中参与mTORC1途径的蛋白质磷酸化的差异。（B）在人肝脏（n = 12）中HbA1c，ImP和蛋白质磷酸化之间的相关性。
（C）在人肝脏中ImP或BCAAs（Leu，Ile或Val）的门静脉水平与p62或S6K1的磷酸化之间的相关性。通过杂交表示不显着的相关性（p值> 0.05）。（D）ImP诱导的信号传导的示意图。
2 哺乳动物肠道微生物群的传递模式
加州大学Andrew H. Moeller等人在《Science》上发表了题目为《Transmission modes of the mammalian gut microbiota》的文章。该研究揭示了哺乳动物的肠道菌群的传递模式。
文章摘要
哺乳动物以各种方式容纳多种影响健康的细菌，但细菌谱系在宿主之间传递的途径仍然知之甚少。
我们通过从两个野生群体中获得17个近交系小鼠品系并监测多达11代宿主的肠道微生物群来确定微生物群传递模式。
在整个实验过程中，个体和群体水平的微生物群组成维持在小鼠系内，这表明微生物群主要是垂直传递。然而，某些细菌群落往往在小鼠品系之间水平交换。
与进化理论一致，水平传递的程度预测了与感染和住院相关的致病菌。
文中主要图片说明
图1. 野生小鼠的群体和个体特异性微生物垂直遗传10代。
（A）小鼠图案和垂直线代表近交小鼠系。子线标记为“a”和“b”。绿色和紫色分别表示Tucson和Edmonton。
（B）野生小鼠中BSDDs的主要坐标（PC）图。（C）在实验室中取样的小鼠中BSDDs的主要坐标图。在（B）和（C）中，三角形和圆形分别代表Tucson和Edmonton小鼠。（D）左边的小提琴图显示实验室小鼠和来自相同地理来源的野生小鼠之间的BSDDs。右边的小提琴图显示实验室小鼠和来自不同地理来源的野生小鼠之间的BSDDs。（E）来自相同的地理起源（左）和不同的地理起源（右）的F10小鼠中的BSDDs。（D）和（E）中的星号表示重要性; *** P <0.001。
（F）源自相同地理起源（灰色），来自相同Tucson系（绿色）和来自相同Edmonton系（紫色）的不同系的小鼠中的BSDDs。
注：BSDD：binary Sorensen-Dice dissimilarity ，高BSDD表示微生物群落之间很少重叠，而低BSDD表示微生物群落之间大量重叠。
图2. 小鼠系中肠道微生物群的水平传播。
（A）在实验的相同时间段内取样的Tucson和Edmonton小鼠之间的BSDDs。每个点代表来自不同地理起源的两个实验室小鼠之间的比较，在左下角用标记“L对L”表示，着色以对应于图1。（B）实验室中实验室培育的小鼠和野生捕获的系建立者之间的菌群BSDDs和天数（图的左列）或世代（图的右列）之间的关系。最上面的图表显示了来自同一地理来源的实验室育种小鼠和祖先野生捕获的系列创始人之间的比较。最下面的一行图显示了实验室培育的小鼠和来自其他地理来源的野生捕获的系列创始人之间的比较。“L”表示实验室培育的小鼠，“W”表示野生捕获的系建立者，颜色对应于图1。
图3. 肠道细菌分类群遵循与进化历史和生活方式相关的不同传递模式。
密度图显示（A）所有细菌，（B）芽孢杆菌，梭菌和致病菌，（C）专用需氧菌和专用厌氧菌的TM分数分布。在（A）至（C）中，虚线表示TM得分为1，而较浅至较深的灰色阴影表示水平和垂直传输的趋势。
注：TM：transmission mode，指的是每种细菌属的品系之间与同品系内的BSDD的比率。TM评分>1表明该细菌属的ASVs倾向于局限于特定的小鼠品系(即垂直遗传)，评分等于1表明ASVs在小鼠间分布均等，评分<1表明ASVs更常被来自不同品系的小鼠分享（即，水平传输）。ASVs：amplicon sequence variants，扩增子序列变异。
图4. TM分数预测人类病原体的感染率和住院率。
点图显示TM得分与食源性感染的数量（A），食源性感染的住院次数（B），以及由细菌属引起的美国HAI数量（C）之间的关系。